Influence of Different Methods of Applying Biologically Active Preparations on the Regeneration of Grafted Grapevine Cuttings
Abstract
The article presents the results of a study examining the effect of biologically active preparations on the processes of callus formation (callusogenesis) and root formation (rhizogenesis) in grafted grapevine cuttings under different application methods within the technology of producing grafted planting material. Purpose of the work was to determine the influence of biologically active preparations applied at specific technological stages–namely, soaking of graft components and pre-stratification treatment of their apical parts–on the intensity of callusogenesis and rhizogenesis, including under various scion–rootstock combinations (rootstocks RxR 4923, BxR Kober 5BB 9191, and BxR SO4). Biotechnological and laboratory research methods were employed. Two methods of applying biologically active preparations were tested: (1) soaking graft components in aqueous solutions (16 hours for scion components and 72 hours for rootstock components), and (2) short-term (1–2 seconds) immersion of the apical parts of grafted cuttings in aqueous solutions of the preparations prior to stratification. Results. The application of biologically active preparations increased the intensity of callus formation and the number of developed roots in grafted grapevine cuttings compared with the control. The highest percent-ages of cuttings forming a continuous circular callus and well-developed root systems were obtained following treatment with Rhizopon 2.0%, Clon-M, and Clonex Gel. The effect of Rhizopon was clearly concentration-dependent. The preparation Grandis produced a less pronounced stimulatory effect; however, the difference compared with the control remained statistically significant. The regenerative capacity of grafted grapevine cuttings was largely determined by the biological characteristics of the rootstocks. The highest level of morphogenetic potential realization was observed in cuttings produced on rootstocks RxR 4923 and BxR Kober 5BB 9191. In these combinations, callus developed more intensively along the entire perimeter of the cut surfaces and was characterized by a denser structure, while roots formed uniformly around the basal “heel” region. Cuttings grafted onto rootstock BxR SO4 exhibited lower rhizogenic capacity but responded positively to the application of auxin-containing preparations. A comparative assessment of the application methods demonstrated the advantage of soaking graft components over apical treatment. Under soaking conditions, a more complete realization of the natural rhizogenic potential of the rootstocks and more active formation of callus tissue were observed.
References
2. Скоропляс І. Живцювання троянд на різних субстратах в умовах Кременецького ботанічного саду. Науковий вісник Східноєвропейського національного університету імені Лесі Українки. 2016. № 7. С. 54–59.
3. Іващенко І. Є., Адаменко С. А., Масловата С. А., Жиляк І. Д. Вплив мікродобрива фульвогумін на укорінення троянд сорту Mildred scheel чайно-гібридної групи. Науковий вісник НЛТУ України. 2021. Т. 31. № 4. С. 22–26. https://doi.org/10.36930/40310403
4. Безвіконний П. В., Тарасюк В. А., Потапський Ю. В. Вплив біостимуляторів росту на укорінення зелених живців троянди зморшкуватої в умовах захищеного грунту. Таврійський науковий вісник. 2023. № 130. С. 11–16. https://doi.org/10.32851/2226-0099.2023.130.2
5. Кімейчук І. В., Києнко З. Б. Особливості вегетативного розмноження рослин роду Actinidia Lind. з використанням регуляторів росту. Вісник Уманського національного університету садівництва. 2023. № 1. С. 49–58. https://doi.org/10.32782/2310-0478-2023-1-49-58
6. Горбась С. М. Дія регуляторів росту рослин під час розмноження смородини чорної (Ribes Nigrum L.). Таврійський науковий вісник. 2019. № 109. С. 22–26. https://doi.org/10.32851/2226-0099.2019.109-1.4
7. Запольський Я. С. Медведєва Т. В., Натальчук Т. А., Китаєв О. І., Бублик М. О. Вплив обробки маточних рослин жимолості фізіологічно активними речовинами на функціональний стан листкової пластинки. Досягнення та концептуальні напрями вирощування малопоширених плодово-ягідних культур та переробки їх сировини : зб. матер. І всеукр. наук.-практ. конф. Київ. 2019. С. 69-72.
8. Андрієнко О. Д., Опалко А. І., Опалко О. А. Особливості розмноження стебловими живцями інтродукованих представників роду Amelanchier Medik. Біологія та екологія. 2019. Том 5. № 1. С. 9–12. https://doi.org/10.33989/2414-9810.2019.5.1.195109
9. Зеленянська Н. М., Мандич О. М. Удосконалення етапу вимочування компонентів щеп винограду на основі застосування суспензії живої хлорели. Таврійський науковий вісник. 2022. № 126. С. 51–60. DOI https://doi.org/10.32851/2226-0099.2022.126.8
10. Зеленянська Н. М., Кунділовська Т. А., Мавров В. Г. Застосування біологічно активних препаратів на етапі виробництва щеп винограду. Український журнал природничих наук. 2025. № 13. С. 261-272. DOI https://doi.org/10.32782/naturaljournal.13.2025.24
11. Panea T., Ungur I., Panea I., Varga N.V., Mihaiescu T. The stimulation of callus formation of graft vines cuttings with Romanian bioregulator Calovit. Acta Hortic. 1998. Vol. 463. P. 185–190. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1998.463.21
12. Shirani Bidabadi S., Afazel M., Sabbatini P. Iranian grapevine rootstocks and hormonal effects on graft union, growth and antioxidant responses of Asgari seedless grape. Horticultural Plant Journal. 2018. Vol. 4, No. 1. P. 16–23. https://doi.org/10.1016/j.hpj.2017.11.002
13. Zhou Q., Gao B., Li W.-F., Mao J., Yang S.-J., Li W., Ma Z.-H., Zhao X., Chen B.-H. Effects of exogenous growth regulators and bud picking on grafting of grapevine hard branches. Scientia Horticulturae. 2020. Vol. 264. Art. 109186. DOI: 10.1016/j.scienta.2020.109186.
14. Sabir A. Improvement of grafting efficiency in hard grafting grape Berlandieri hybrid rootstocks by plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR). Scientia Horticulturae. 2013. Vol. 164. P. 24–29. DOI: 10.1016/j.scienta.2013.08.035.
15. Fayek M. A., Ali A. E. M., Rashedy A. A. Water soaking and benzyladenine as strategy for improving grapevine grafting success. Rev. Bras. Frutic., Jaboticabal. 2022. Vol. 44, No. 3. Art. e-946. DOI: 10.1590/0100-29452022946.
16. Шерер В. О., Кучер Г. М., Просянник А. В., Москаленко А. С. Екологічно безпечні регулятори росту. Виноградарство і виноробство. 1992. Вип. 35. С. 26–28.
17. Шерер В. О. Використання фізіологічних і біохімічних параметрів тканин підщепи і прищепи винограду для прогнозування калюсоутворення. Виноградарство і виноробство. 1994. Вип. 37. С. 11–14.
18. Кучер Г. М. Новицька-Боровська Н. А. Ефективний спосіб стимулювання коренеутворення і розвитку чубуків та щеп винограду. Аграрна наука–виробництву. 2006. № 4. С. 19.
19. Кучер Г. М. Мазура В. Ю. Вплив фізіологічно активних речовин на регенераційні процеси в тканинах щеп винограду. Виноградарство і виноробство. 2006. Вип. 46 (1). С. 53–58.
20. Кучер Г. М., Артюх М. М. Ефектівність застосування фізіологічно активних речовин у технології виробництва саджанців винограду. Виноград. Вино. 2013. № 4. С. 48–49.
21. Кучер Г. М. Артюх М. М., Нікульча Є. В. Ефективність застосування мікродобрива Сизам на технологічних етапах виробництва саджанців винограду. Виноградарство і виноробство. 2012. Вип. 49. С. 101–106.
22. Кучер Г. М., Артюх М. М., Нікульча Є. В. Роль біопрепарату Валміцин на технологічних етапах виробництва саджанців винограду. Виноградарство і виноробство. 2011. Вип. 48. С. 67–76.
23. Артюх М. М., Якуба І. П., Ружицька О. М., Назарчук Ю. С., Степаненко Н. І. Ефективність препаратів цитокінінів для покращення калюсогенезу та фізіологічного стану щеп винограду (Vitis vinifera L.). Вісник Одеського національного університету. Біологія. 2023. Т. 28. № 2 (53). С. 9–27. https://doi.org/10.18524/2077-1746.2023.2(53).292971
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
