ФУНКЦІОНАЛЬНИЙ СТАН ФОТОСИНТЕТИЧНОГО АПАРАТУ МІСКАНТУСУ ГІГАНТСЬКОГО ЗА РІЗНИХ СИСТЕМ УДОБРЕННЯ ТА ПІДЖИВЛЕННЯ ГУМАТОМ КАЛІЮ

В.Г. Носенко

doi:10.32848/agrar.innov.2026.36.33

В.Г. Носенко Національний університет біоресурсів і природокористування https://orcid.org/0000-0002-4917-3514

DOI: https://doi.org/10.32848/agrar.innov.2026.36.33

Ключові слова: міскантус гігантський, хлорофіл, SPAD, флуоресценція хлорофілу, Fv/Fm, OJIP- тест, PI(abs), фотосистема ІІ, гумат калію, Леонардит, система удобрення, біоенергетичні культури

Анотація

У статті наведено результати п’ятирічних досліджень (2021–2025 рр.) функціонального стану фотосинтетичного апарату міскантусу гігантського (Miscanthus × giganteus) сорту Осінній зорецвіт, вирощуваного в умовах Лісостепу України. Дослідження проводили у ВП НУБіП України «Великоснітинське ім. О.В. Музиченка» Фастівського району Київської області на чорноземі опідзоленому сильнозмитому легкосуглинковому. Схема двофакторного повнофакторного досліду передбачала вивчення трьох систем удобрення: без добрив (контроль), органічної із внесенням Леонардиту в нормі 100 кг/га та мінеральної із застосуванням N₆₀P₁₆K₈₀, а також чотирьох режимів позакореневого підживлення гуматом калію: без обробки, у фазу кущіння, у фазу виходу в трубку та дворазово в обидві фази по 2 л/га. Функціональний стан фотосинтетичного апарату оцінювали за показниками відносного вмісту хлорофілу (SPAD-502, Konica Minolta), максимального квантового виходу фотосистеми ІІ (Fv/Fm) та індексу продуктивності PI(abs), визначеного за даними OJIP-тесту. Встановлено, що вміст хлорофілу в листках міскантусу зростав упродовж років досліджень від 34,2–44,3 ум. од. у 2021 р. до 42,5–55,0 ум. од. у 2025 р. Найвищі значення SPAD формувалися за мінеральної системи удобрення – у середньому 46,2–50,9 ум. од., що перевищувало контроль на 17,3–19,7%. Дворазове позакореневе підживлення гуматом калію забезпечувало додаткове зростання SPAD на 8,5–10,2%. Значення Fv/Fm у межах 0,756–0,820 свідчили про задовільний фізіологічний стан рослин і відсутність вираженого фотоінгібування, тоді як органічна система удобрення на основі Леонардиту забезпечувала дещо вищі середні значення цього показника (0,797) порівняно з мінеральною системою (0,790). Індекс PI(abs) виявився чутливішим інтегральним індикатором функціонування фотосистеми ІІ: його значення варіювали від 2,59 до 3,75 відн. од., а за органічної системи удобрення у поєднанні з дворазовим підживленням гуматом калію перевищували контроль на 44,8%. Отримані результати підтверджують специфічний позитивний вплив гумінових кислот Леонардиту на активність реакційних центрів фотосистеми ІІ та доцільність поєднання ґрунтового удобрення з позакореневими обробками для підвищення фотосинтетичної активності й адаптивного потенціалу міскантусу як перспективної біоенергетичної культури.

Посилання

1. Lewandowski, I., Clifton-Brown, J.C., Scurlock, J.M.O., Huisman, W. (2000). Miscanthus: European experience with a novel energy crop. Biomass and Bioenergy, vol. 19(4), pp. 209–227. DOI: 10.1016/ S0961-9534(00)00032-5.
2. Sage, R.F., Zhu, X.-G. (2011). Exploiting the engine of C4 photosynthesis. Journal of Experimental Botany, vol. 62(9), pp. 2989–3000. DOI: 10.1093/jxb/err179.
3. Kalaji, H.M. et al. (2014). Frequently asked questions about in vivo chlorophyll fluorescence: practical issues. Photosynthesis Research, vol. 122(2), pp. 121–158. DOI: 10.1007/s11120-014-0024-6.
4. Markwell, J., Osterman, J.C., Mitchell, J.L. (1995). Calibration of the Minolta SPAD-502 leaf chlorophyll meter. Photosynthesis Research, vol. 46, pp. 467–472. DOI: 10.1007/BF00032301.
5. Xiong, D. et al. (2015). SPAD-based leaf nitrogen estimation is impacted by environmental factors and crop leaf characteristics. Scientific Reports, vol. 5, article 13389. DOI: 10.1038/srep13389.
6. Cadoux, S., Riche, A.B., Yates, N.E., Machet, J.-M. (2012). Nutrient requirements of Miscanthus × giganteus. Biomass and Bioenergy, vol. 38, pp. 14–22. DOI: 10.1016/j.biombioe.2011.01.015.
7. Maxwell, K., Johnson, G.N. (2000). Chlorophyll fluorescence – a practical guide. Journal of Experimental Botany, vol. 51(345), pp. 659–668. DOI: 10.1093/jexbot/51.345.659.
8. Baker, N.R. (2008). Chlorophyll fluorescence: a probe of photosynthesis in vivo. Annual Review of Plant Biology, vol. 59, pp. 89–113. DOI: 10.1146/annurev. arplant.59.032607.092759.
9. Björkman, O., Demmig, B. (1987). Photon yield of O₂ evolution and chlorophyll fluorescence. Planta, vol. 170, pp. 489–504. DOI: 10.1007/BF00402983.
10. Strasser, R.J., Tsimilli-Michael, M., Srivastava, A. (2004). Analysis of the chlorophyll a fluorescence transient. In: Chlorophyll a Fluorescence. Springer, pp. 321–362.
DOI: 10.1007/978-1-4020-3218-9_12.
11. Stirbet, A., Lazár, D., Kromdijk, J., Govindjee (2018). Chlorophyll a fluorescence induction. Photosynthetica, vol. 56, pp. 86–104. DOI: 10.1007/s11099-018-0770-3.
12. Canellas, L.P. et al. (2015). Humic and fulvic acids as biostimulants in horticulture. Scientia Horticulturae, vol. 196, pp. 15–27. DOI: 10.1016/j.scienta.2015.09.013.
13. Nardi, S. et al. (2002). Physiological effects of humic substances on higher plants. Soil Biology and Biochemistry, vol. 34(11), pp. 1527–1536. DOI: 10.1016/S0038-0717(02)00174-8.
14. Rose, M.T. et al. (2014). A meta-analysis and review of plant-growth response to humic substances. Advances in Agronomy, vol. 124, pp. 37–89. DOI: 10.1016/B978-0- 12-800138-7.00002-4.
15. Jannin, L. et al. (2012). Microarray analysis of humic acid effects on Brassica napus growth. Plant and Soil, vol. 359, pp. 297–319. DOI: 10.1007/s11104-012-1191-x.
16. Trevisan, S. et al. (2010). Humic substances biological activity at the plant-soil interface. Plant Signaling & Behavior, vol. 5(6), pp. 635–643. DOI: 10.4161/psb.5.6.11211.
17. Eyheraguibel, B., Silvestre, J., Morard, P. (2008). Effects of humic substances derived from organic waste. Bioresource Technology, vol. 99(10), pp. 4206–4212. DOI: 10.1016/j.biortech.2007.08.082.
18. Rakhmetov D.B. (2011). Teoretychni ta prykladni aspekty introduktsii roslyn v Ukraini. Kyiv: Ahrar Media Hrup, 398 s. [in Ukrainian].
19. Ponomarenko S.P. (1999). Rehuliatory rostu roslyn na osnovi N-oksydiv pokhidnykh pirydynu. Kyiv: Tekhnika, 272 s. [in Ukrainian].
20. Tsimilli-Michael, M., Strasser, R.J. (2008). In vivo assessment of stress impact on plant's vitality. In: Mycorrhiza. Springer, pp. 679–703. DOI: 10.1007/978-3-540-78826-3_32.
21. Zub, H.W., Brancourt-Hulmel, M. (2010). Agronomic and physiological performances of different species of Miscanthus. Agronomy for Sustainable Development, vol. 30(2), pp. 201–214. DOI: 10.1051/agro/2009034.
22. Stirbet, A., Govindjee (2012). On the relation between the Kautsky effect and Photosystem II. Biophysical Reviews, vol. 4, pp. 187–210. DOI: 10.1007/s12551-012-0065-8.
23. Aguiar, N.O. et al. (2016). Metabolic profile and antioxidant responses during drought stress recovery in sugarcane. Annals of Applied Biology, vol. 168, pp. 203–213. DOI: 10.1111/aab.12256.
24. Shah, Z.H. et al. (2018). Humic substances: determining potential molecular regulatory processes in plants. Frontiers in Plant Science, vol. 9, article 263. DOI: 10.3389/fpls.2018.00263.